Our Basic Research Review Part 1

Alert Cell Strategy in Severe Sepsis and Septic Shock PART1 　

名古屋大学へ異動後6ヶ月が経ちました。
さまざまな敗血症動物モデルを独自に開発して，13年になります。
いよいよ9月より全身性炎症における主要臓器組織再生に向けた創薬研究を再開します。

Prof. Naoyuki Matsuda M.D., Ph.D.

Department of Emergency & Critical Care Medicine
Nagoya University Graduate School of Medicine, Nagoya, Japan

E-mail: nmatsuda@med.nagoya-u.ac.jp

This manuscript will give foreign researchers to develop a new drug for systemic inflammation including sepsis.
I am looking forward to the participation of foreign researchers into our laboratory in the near future.


Introduction

　Sepsis was defined as systemic inflammatory response syndrome (SIRS) resulting from infection in a joint conference between the American College of Chest Physicians and the Society of Critical Care Medicine in 1991 1). Even in 2010, clinical management of sepsis is hardly satisfactory, with outcomes varying across facilities. When indirect deaths that complicate chronic clinical conditions (e.g., cardiac failure, cancer) are included, over 50,000 people are estimated to die from sepsis in Japan.
　In 2001, Angus et al. reported 751,000 deaths across 7 states in the United States due to increased severity of sepsis, with a mortality rate of 28.6% 2). The “Surviving Sepsis Campaign guidelines” were drafted under the lead of the Society of Critical Care Medicine to improve survival of sepsis, with revisions published in 2008 4). Aside from antimicrobial agents, no definitive treatments currently exist for sepsis.
　Our understanding of human Toll-like receptors (TLRs) 6-8) has advanced considerably since the pioneering study that demonstrated a relationship between Toll receptors and natural immunity 5). Since then, significant advances in inflammatory signaling have been made in the field. TLR, nucleotide oligomerization domain (NOD) 9) and NOD containing leucine-rich repeats (NLR) are receptors that recognize pathogen-associated molecular patterns on microorganisms. Working out the intracellular signaling pathways downstream of these receptors has provided clearer informations of how systemic inflammation occurs in sepsis. To this end, recent studies have elucidated the signaling pathways downstream of receptors implicated in sepsis, including the TNF receptor (TNF-R) 10）and interleukin receptors (e.g., IL-R1 11), IL-R6 12, 13)). This led to a better understanding of mechanisms underlying the propagation and amplification of systemic inflammation among many types of cell after TLR stimulation. While sepsis therapies have been pursued against many different inflammatory mediators, these mediators can be collectively considered products of transcriptional activation via inflammatory receptor signaling. In particular, the mechanism of amplifying inflammation through the transcription factors nuclear factor-κB（NF-κB）and activator protein-1 (AP-1) is particularly important in sepsis.
　From the perspective of gene expression, which adds an additional layer of complexity to sepsis, this manuscript places focus on NF-κB and AP-1. This paper will provide the pathophysiology accompanying the increase in severity at the cellular level, and discuss possibilities in new drug discovery in severe sepsis and septic shock.

1. Inflammatory alert cells

　In addition to leukocytes such as monocytes, neutrophils, lymphocytes, and dendritic cells, the most important factor leading to the induction of multiple organ failure in sepsis is the expression of inflammatory receptors (e.g., TLR, TNF-R, and IL-R) on vascular endothelial cells and the various cell types that make up major organs. Previously, SIRS pathology was considered to result from infiltration of leukocytes, such as monocytes and neutrophils, and the overproduction of inflammatory cytokines. This alone, however, cannot explain why the earliest symptoms of SIRS (e.g., acute lung injury and tachycardia) are readily manifest, and differ in the extent of inflammation across major organs. Similar to leukocytes, some cells in major organs express inflammatory receptors on their surface and in their cytoplasm, and can produce inflammatory mediators such as inflammatory cytokines, chemokines, nitric oxide (NO), and prostanoids as “inflammatory alert cells” (hereafter, alert cells).
　To date, many receptors that trigger inflammation have been characterized, including TLR 6), TNF-R 10), IL-1R 11), NOD 14), NLR 14), C-type lectin receptor (CLR)15), receptor for advanced glycation end product（RAGE）16), and protease activated receptor (PAR)17, 18). To fully appreciate multiple organ failure associated with sepsis, it is necessary to know which cell types in normal organs express these inflammatory receptor signals, how they are distributed, and how their levels change over the course of sepsis progression. Furthermore, while the early phase inflammatory alarm in response to foreign agents in major organs is carried out by alert cells 7, 8), these cells also increase in number due to sepsis complication or sustained sepsis. Alert cells express inflammatory receptors on their surface, and are characterized by the existence of inflammatory signaling pathways downstream of these receptors. Although they may be histologically related, not all alert cells have the biochemical capacity to evoke inflammation under normal conditions, and while some are sensitive to pathogens and cytokines, others are not. These histologically related, but biochemically distinct cells coexist in the same tissue in major organs.
　Figure 1 shows immunohistochemical staining of TLR2 in the bronchiolar region of male BALB-C mouse lung. TLR2 is expressed at low levels in this region and on the surface of alveolar epithelial cells under normal conditions. However, when lipopolysaccharide (LPS; a TLR4 ligand) is intratracheally administered, surface expression of TLR2 (a lipoteichoic acid receptor) increases (Figure 1B). As inflammation progresses, various cells begin to express inflammatory receptors on their surface, and the number of alert cells in the lungs increase19). While various cell types in major organs express TLR and TNF-R, many of these cells exhibit low surface expression of these inflammatory receptors. Figure 2 shows immunohistochemical staining of TNF-R1 in cultured human bronchial epithelial cells. Under unstimulated conditions, TNF-R1 localizes to the Golgi body and perinuclear region, and fewer than 30% of cells express it on their surface.
　Tissue immunohistochemical staining reveals the translocation of TLR and TNF-R from the Golgi body to the cell surface via microtubules in response to inflammatory stimulation. In addition to the glycosylated protein associated with TLR4 (PRAT4) in this process 20), NF-κB and PKC are also thought to be involved. More specifically, given that radical scavengers, NF-κB decoy nucleic acids, and nonselective PKC inhibitors can inhibit this process, production of transport stimulating agents by radical-activated NF-κB and kinesin motor activation via PKC are speculated to be involved in the surface expression of these receptors.
　Thus, although they can be considered histologically related cells, only a few cells express inflammatory receptors on their surface during the early stages of SIRS. Yet, when inflammatory stimulation is sustained in response to sepsis, the number of alert cells that exhibit surface expression of inflammatory receptors increases, thereby accelerating inflammation in major organs 21-23).

2. Transcription factor activation in sepsis

　Overproduction of inflammatory cytokines and mediators in sepsis results from a combination of inflammatory receptor stimulation and increased mRNA production 7, 8). Mechanisms of NF-κB and AP-1 activation have become elucidated in recent years, and provide a basis for the overproduction of mRNA associated with systemic inflammation. The intracellular signaling pathways that activate these two transcription factors are depicted in Figure 3.
　TLR and IL-1R activate TNF-R-associated factor 6 (TRAF6) and tumor growth factor-β associated kinase 1 (TAK1) via adapter proteins such as myeloid differentiation factor 88 (MyD88) and interleukin-1 receptor-associated kinase (IRAK). The input signals for this phosphorylation cascade are TLR2 for lipoteichoic acid, TLR4 for LPS, and TLR5 for bacterial flagellin (from salmonella flagella). TNF-α and IL-1β produced during inflammation and ischemia 24). induce similar inflammatory signals in cells via their respective receptor. As a result, these inflammatory signals induce phosphorylation of the inhibitory-κB (I-κB) kinase (IKK) complex, leading to increased nuclear translocation of NF-κB.
　As with NF-κB, AP-1 activity increases in response to mitogen-activated protein kinase (MAPK) activation. MAPK kinase (MAPKK) activated via TAK1, phosphorylates Jun and Fos family members, which then bind to AP-1 and the cAMP-responsive element (CRE) sites in target promoters.
　Such activation of NF-κB and AP-1 occurs in various alert cells, including type II alveolar epithelial cells, right atrial and endocardial cells, vascular endothelial cells, renal tubular epithelial cells, and intestinal epithelial cells. In addition to being involved in the NF-κB and AP-1 activation pathway via TNF receptor-associated death domain protein (TRADD), TNF-R can activate death signals via Fas-associated death domain (FADD) in a pathway distinct from TLR and IL-1R. Alert cells undergo apoptosis via increased death receptor (DR) signaling after producing inflammatory mediators to alert surrounding cells in response to inflammatory signals25, 26). When alert cells increase, and the rate of apoptosis increases relative to that of proliferation, the number of cells that comprise major organs decreases. This subsequently leads to intensification of multiple organ failure. In this context, fibroblast proliferation can lead to scarring of and restriction in organ tissue.

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Our Basic Research Review Part 2

Alert Cell Strategy in Severe Sepsis and Septic Shock PART 2

Prof. Naoyuki Matsuda M.D., Ph.D.

Department of Emergency & Critical Care Medicine
Nagoya University Graduate School of Medicine, Nagoya, Japan

E-mail: nmatsuda@med.nagoya-u.ac.jp


3. NF-κB activation
　NF-κB is a collective term for the Rel/NF-κB family, which contains a domain homologous to the proto-oncogene c-rel. The Rel/NF-κB family comprises RelA (p65), RelB, c-Rel, NF-κB1 (p105/p50), and NF-κB2 (p100/p52) 27). These 5 subunits can homo or heterodimerize, and when inactive, they are prevented from binding to DNA through interactions with inhibitory κB (I-κB) proteins (i.e., I-κBα，I-κBβ，I-κBε，I-κBγ，I-κBζ，Bcl-3，p105，p100). NF-κB activation occurs through canonical and non-canonical pathways.
　TLR signaling in response to infection or inflammation amplifying signals of IL-R and TNF-R ultimately converge on I-κB kinase (IKK) complex phosphorylation and the subsequent decrease in cytoplasmic I-κB levels. The IKK complex exists in the cytoplasm as a large complex of over 700kDa, and is composed of a trimer of IKKα, IKKβ, and IKKγ/NF-κB essential modulator (NEMO). When activated, IKKα phosphorylates serines 32 and 36 of I-κBα, and IKKβ phosphorylates serines 19 and 23 of I-κBβ. NEMO can be activated by both phosphorylation and ubiquitination. Upon IKK complex activation and subsequent I-κB phosphorylation, I-κB is poly-ubiquitinated and targeted for proteasome-mediated degradation 28, 29). The NF-κB dimer is then liberated from the inhibitory complex and translocates into the nucleus, where it binds to its cognate target sequence (GGGACTTTCC) and transcriptionally induces inflammatory cytokines and apoptosis inhibiting factors via the canonical pathway. Signaling through TLR and IL-R also uses the canonical pathway and results in nuclear translocation of the RelA and p50 dimer.
　Recent reports suggest that a non-canonical NF-κB pathway exists 27). In this pathway, IKKα free of NEMO or IKKβ requires phosphorylation by NF-κB inducing kinase (NIK) to become active. When the RelB-p100 dimer gets phosphorylated by IKKα, p100 undergoes limited processing and generates a RelB-p52 dimer. This dimer then undergoes nuclear translocation and activates transcription of NF-κB target genes. Recent studies have shown that the NF-κB dimer is trapped in the nucleus by I-κBζ 29), and that IKKα can localize to both the cytoplasm and nucleus 30). Nuclear I-κBζ gets phosphorylated by nuclear IKKα, which likely leads to I-κBζ degradation and NF-κB activation 29 30). Some studies suggest the possibility that free cytoplasmic RelA can transport IKK into the nucleus by forming a complex. Nuclear IKK can then phosphorylate histone H3 associated with chromatin and increase the transcription of low molecular weight G proteins and immediate early genes such as Fos and Jun 31). Given the lack of a full understanding of the non-canonical pathway, various aspects will need to be elucidated in future research. Nonetheless, while activation of this pathway is observed in leukotriene receptor signaling in immunocompetent cells, its activation in cells of major organs and vascular endothelial cells has been difficult to detect. Furthermore, since the main NF-κB complex in cells of major organs and vascular endothelial cells in sepsis is RelA/p50, it is highly likely that inflammatory signaling during the early stages of sepsis is mediated by the canonical pathway.
　Table 1 lists representative proteins that are overproduced as a result of NF-κB activation in SIRS, shock, and disseminated intravascular coagulation. Inflammatory cytokines such as TNF-α，IL-1，IL-6; inducible nitrogen oxide synthase (iNOS) that produces high levels of nitric oxide (NO); inducible cyclooxygenase-2 (COX2) that leads to production of prostanoids such as prostacyclins; granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF), granulocyte colony-stimulating factor (G-CSF), and macrophage colony-stimulating factor (M-CSF), which stimulate the production of immature granulocytes; chemokines and adhesion molecules that function in leukocyte migration and infiltration; and molecules that activate coagulation all depend on NF-κB activation. In order to understand systemic inflammation, it is key to note that NF-κB activation underlies the generation of inflammatory cytokines and inflammatory molecules.
　On the other side, glucocorticoids (e.g., methylprednisolone), which were conventionally used to reduce inflammation, exert their NF-κB inhibiting effect via glucocorticoid receptor α (GRα). While inflammatory infiltration cells (e.g., monocytes, neutrophils, and lymphocytes) slightly express GRα, its expression on alert cells of major organs and vascular endothelial cells has not been reported 32). Because alert cells are known to express scavenger receptors such as CLR and LOX-1 14) on their surface in response to NF-κB activation, the success rate of gene therapy by liposome encapsulation markedly increases. While glucocorticoids mainly target cells involved in cell-mediated immunity, such as non-matured leukocytes that abundantly express GRα, NF-κB decoy oligonucleic acids aim to reduce the induction of inflammation by alert cells, phagocytes and fat cells. From this perspective, studies have shown that while NF-κB decoys effectively reduce inflammation in major organs in sepsis 33-35), they also progress to apoptosis. This suggests that NF-κB may function to inhibit apoptosis during inflammation.

4. NF-κB activation and apoptosis

　Alert cell apoptosis during inflammatory stage is prevented by NF-κB-mediated induction of anti-apoptotic factors such as FLICE-inhibitory protein (FLIP), inhibitors of apoptosis (IAPs), and BclX 36). As sepsis progresses, apoptotic vascular endothelial cells are detected in serum 37,38).
　In sepsis, the main factor leading to apoptosis in major organs and vascular endothelial cells is the overexpression of DR family members or their downstream adapter proteins 39). As established inducers of apoptosis, TNF-R1, CD95 (Fas), DR4 (TRAIL receptor 1), and DR5 (TRAIL receptor 2) are not only expressed in immunocompetent cells, but also in major organs and vascular endothelial cells25, 26). These DR family members form a complex with FADD, procaspase-8, procaspase-10, and c-FLIP to generate the death-inducing signal complex (DISC) 30) (Table 4). Although c-FLIP, which inhibits procaspase-8 processing, increases in response to NF-κB activation, it decreases as sepsis progresses due to the associated reduction in NF-κB activity 40). The transcriptional induction of DR family and FADD in lungs and vascular endothelial cells in sepsis has been confirmed by RT-PCR and Western blot analysis25, 26). The activation of caspase 3 following DISC activation leads to apoptosis 23).
　Sepsis can be modeled in male BALB-C mice by ligating the cecum at 5 mm from the distal end, followed by cecal puncture with a 23G needle in a method called cecal ligation and puncture (CLP) 23, 25, 26, 35). These CLP mice die within 2 days of the procedure, and show two peaks of NF-κB activation at around 10 and 15 hours, which is followed by a progressive decrease in activity. A layer of vascular endothelial cells is found on the surface of an approximately five-layered smooth muscle layer of the mouse aorta, which does not exhibit swelling or shedding under normal conditions. Yet, as sepsis progresses, vascular endothelial cells swell and shed, and swollen cells exhibit positive TUNEL staining (Figure 5) 23,). Systemic apoptosis is also observed in the lungs, cardiac atrium, renal tubules, intestines, spleen, and lymph nodes41). In addition to immunocompetent cells, alert cells in major organs are also affected by apoptosis. Caspase inhibitors, FADD inhibitors, and gene therapy using siRNAs targeting these factors that aim to reduce apoptosis following inflammation hold promise as potential therapies23, 25, 26).

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Our Basic Research Review Part 3

Alert Cell Strategy in Severe Sepsis and Septic Shock PART3

Prof. Naoyuki Matsuda M.D., Ph.D.

Department of Emergency & Critical Care Medicine
Nagoya University Graduate School of Medicine, Nagoya, Japan

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5. AP-1 activation and apoptosis

　AP-1 is activated in alert cells under severe conditions associated with SIRS, such as sepsis. While AP-1 functions in cell proliferation and differentiation 42), it also induces excessive synthesis of catecholamines in the central nervous system and apoptosis of alert cells in the periphery.
AP-1 genes consist of 4 families: Jun, Fos, activating transcription factor (ATF), and the musculoaponeurotic fibrosarcoma (MAF) oncogene. Jun homodimers or Jun/Fos heterodimers recognize and bind to the phorbol 12-O-tetradecanoylphorbol-13-acetate-responsive element (TPA-responsive element; TRE), and Jun/ATF complexes bind to CRE, leading to the transcriptional induction of inflammatory markers (COX-2, ICAM-1), matrix metalloproteinases (MMP-1, MMP-3, MMP-9), and proteins involved in actin polymerization (CapG, Ezrin, Krp-1, Mts-1) 43).
　MAPK is a serine/threonine kinase comprised of 4 subfamilies: extracellular signal-regulated kinase (ERK), Jun-N-terminal protein kinase (JNK), p38 MAPK, and ERK5/big MAPK1 (BMK1). In sepsis, MAPK is activated in response to TAK-1 activation in alert cells. This leads to the subsequent transcriptional activation of AP-1 targets. JNK is activated during sepsis and phosphorylates the N-terminal transcriptional activation domains (TADs) of Jun family members, such as c-Jun, JunB, and JunD. ERK phosphorylates the TADs of Fos family members, such as c-Fos, FosB, Fra-1, and Fra-2. These phosphorylation events induce the heterodimerization of Jun and Fos family members or stabilize Jun homodimers, resulting in increased binding to the AP-1 binding site TRE (TGACTCA). While c-Jun, c-Fos, and FosB have N-terminal TADs, the TADs of JunB, JunD, Fra-1, Fra-2, and FosB2 are weak. As such, they are weak AP-1 transcriptional activators 43). With respect to ATF family members (e.g., ATF-2, ATF-3, B-ATF), phosphorylation by JNK or p38MAPK leads to their homodimerization or heterodimerization with Jun family members and increased binding to CRE sites (TGACGTCA) 44). AP-1 activation tends to be delayed compared to NF-κB activation 8). One likely reason for this is that the temporary activation of phosphatases that inhibit MAPK (e.g., protein phosphatase 2A, protein phosphatase 2C, and MAPK phosphatase) is carried out by MAPK itself.
　JNK, ERK1/2, and p38MAPK phosphorylation increases 24 hours after the CLP procedure in male BALB-C mice. Gel shift analysis reveals that lung AP-1 activity increases to more than 15-fold of basal activity in. in CLP mice. This increase can be inhibited by administering CLP mice double stranded decoy oligonucleotides containing TRE and CRE elements , or a TRE element alone. Furthermore, inhibiting AP-1 activity in this way can reduce apoptosis in septic lungs (type II alveolar epithelial cells are the main cells undergoing apoptosis in this context) (Figure 6), leading to a significant improvement in the survival rate of septic mice. Moreover, TNF-R1, Fas, DR4, DR5, and FADD transcripts increase in the lungs of CLP mice by AP-1 activation (Figure 7). In the lungs, type II alveolar epithelial cells differentiate into type I alveolar epithelial cells on the alveolar basement membrane. Protecting these cells is important, as it attenuates acute pulmonary disorder that complicates sepsis 40). Given the above, AP-1 can be considered an exacerbating factor in sepsis that contributes to increased death signaling in alert cells.

6. Kruppel-Like Transcriptional Factor (KLF)

　KLF is a transcription factor of the zinc finger family that has recently gained attention for its role in reducing inflammation in vascular endothelial cells and inducing endothelial NO synthetase (eNOS) and thrombomodulin expression in these cells. KLF exhibits anti-inflammatory effects and inhibits signaling through the thrombin receptor PAR1 in vascular endothelial cells 45). Its role in inhibiting AP-1 and NF-κB activity in vascular endothelial cells has also been reported 46-48).
　In early stages of sepsis, iNOS expression increases in blood vessels, while eNOS expression decreases22, 49). Distributive shock results when blood vessels subsequently become dilated and exhibit impaired blood flow regulation due to shear stress. A potential mechanism that underlies the simultaneous increase in iNOS and decrease in eNOS involves the nuclear translocation of NF-κB 50). In this mechanism, nuclear NF-κB mediates the over-production of iNOS mRNA, as well as histone acetylation, which consequently leads to a decrease in KLF2 and KLF4 transcripts and eNOS expression. Statins can recover decreased eNOS levels in sepsis 22), and this may be related to the ability of statins to increase KLF expression in vascular endothelial cells 45 46). Given that statins are considered to improve prognosis, they may have potential applications in the clinical setting for sepsis management.

Conclusion

　Rather than pursuing individual molecules in septic therapy, this paper approached the topic of multiple organ dysfunction that complicates sepsis from the viewpoint of mRNA production, with focus placed on the transcription factors NF-κB and AP-1. Inflammation is exacerbated by the increase in number of alert cells associated with sepsis progression. Major organs become impaired in function as apoptosis increases in sepsis. The theory of rescuing these alert cells from inflammation and apoptosis during and following inflammation is called the “alert cell strategy.” DR signaling and apoptosis are likely to become crucial targets of therapy in prolonged sepsis management.


2010 Matsuda's Inflammation laboratory





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Our Basic Research Review Part 4

Alert Cell Strategy in Severe Sepsis and Septic Shock PART4

Prof. Naoyuki Matsuda M.D., Ph.D.

Department of Emergency & Critical Care Medicine
Nagoya University Graduate School of Medicine, Nagoya, Japan

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References

1）Members of the American College of Chest Physicians/Society of Critical Care Medicine Consensus Conference Committee: Definitions for sepsis and organ failure and guidelines for the use of innovative therapies in sepsis. Crit Care Med 1992; 20: 864–74.
2）Angus DC, Linde-Zwirble WT, Lidicker J, et al. Epidemiology of severe sepsis in the United States: analysis of incidence, outcome, and associated costs of care. Crit Care Med 2001; 29:1303-10.
3）Dellinger RP, Carlet JM, Masur H, et al. Surviving sepsis campaign guidelines for management of severe sepsis and septic shock. Crit Care Med 2004; 32:858–73.
4）Dellinger RP, Levy MM, Carlet JM, et al. Surviving Sepsis Campaign: international guidelines for management of severe sepsis and septic shock: 2008. Crit Care Med 2008;36:296-327.
5）Lemaitre B, Nicolas E, Michaut L, et al. The dorsoventral regulatory gene cassette spatzle/Toll/cactus controls the potent antifungal response in Drosophila adults. Cell 1996; 86:973-83.
6）Kawai T, Akira S. TLR signaling. Cell Death Differ 2006; 13:816-25.
7）Matsuda N. Alert Cell Strategy. Circ Cont 2004; 25:276-84.
8）Matsuda N, Hattori Y. Systemic inflammatory response syndrome (SIRS): Molecular pathophysiology and gene therapy. J Pharmacol Sci 2006; 101: 189-98.
9）Cartwright N, Murch O, McMaster SK, et al. Selective NOD1 agonists cause shock and organ injury/dysfunction in vivo. Am J Respir Crit Care Med 2007; 175:595-603.
10）Shen HM, Pervaiz S. TNF receptor superfamily-induced cell death: redox-dependent execution. FASEB J 2006; 20:1589-98.
11) Boraschi D, Tagliabue A. The interleukin-1 receptor family. Vitam Horm 2006; 74:229-54.
12) Scheller J, Rose-John S. Interleukin-6 and its receptor: from bench to bedside. Med Microbiol Immunol 2006; 195:173-83.
13）Kishimoto T, Akira S, Taga T. IL-6 receptor and mechanism of signal transduction. Int J Immunopharmacol 1992; 14:431-8.
14）Becker CE, O'neill LA. Inflammasomes in inflammatory disorders: the role of TLRs and their interactions with NLRs. Semin Immunopathol 2007; 29:239-48.
15）Kanazawa N. Dendritic cell immunoreceptors: C-type lectin receptors for pattern-recognition and signaling on antigen-presenting cells. J Dermatol Sci 2007; 45:77-86.
16）Lutterloh EC, Opal SM. Antibodies against RAGE in sepsis and inflammation: implications for therapy. Expert Opin Pharmacother 2007; 8:1193-6.
17）Leger AJ, Covic L, Kuliopulos A. Protease-activated receptors in cardiovascular diseases. Circulation 2006; 114:1070-7.
18）Syeda F, Grosjean J, Houliston RA, et al. Cyclooxygenase-2 induction and prostacyclin release by protease-activated receptors in endothelial cells require cooperation between mitogen-activated protein kinase and NF-κB pathways. J Biol Chem. 2006; 281:11792-804.
19）Matsuda N, Yamazaki H, Takano K, et al. Priming by lipopolysaccharide exaggerates acute lung injury and mortality in responses to peptidoglycan through up-regulation of Toll-like receptor-2 expression in mice. Biochem Pharmacol 2008;75:1065-75.
20）Saitoh S, Miyake K. Mechanism regulating cell surface expression and activation of Toll-like receptor 4. Chem Rec 2006; 6:311-9.
21）Matsuda N, Nishihira J, Takahashi Y, et al. Role of macrophage migration inhibitory factor in acute lung injury in mice with acute pancreatitis complicated by endotoxemia. Am J Respir Cell Mol Biol 2006 ;35:198-205.
22）Matsuda N, Hayashi Y, Takahashi Y, et al. Phosphorylation of endothelial nitric-oxide synthase is diminished in mesenteric arteries from septic rabbits depending on the altered phosphatidylinositol 3-kinase/Akt pathway: reversal effect of fluvastatin therapy. J Pharmacol Exp Ther 2006; 319:1348-54.
23）Matsuda N, Takano Y, Kageyama S, et al. Silencing of caspase-8 and caspase-3 by RNA interference prevents vascular endothelial cell injury in mice with endotoxic shock. Cardiovasc Res 2007; 76:132-40.
24）Leeper-Woodford SK, Detmer K. Acute hypoxia increases alveolar tumor necrosis factor activity and alters NF-kB expression. Am J Physiol 1999;276:L909–16.
25) Matsuda N, Yamamoto S, Takano K, et al. Silencing of fas-associated death domain protects mice from septic lung inflammation and apoptosis. Am J Respir Crit Care Med 2009;179:806-15.
26) Matsuda N, Teramae H, Yamamoto S, et al. Increased death receptor pathway of apoptotic signaling in septic mouse aorta: effect of systemic delivery of FADD siRNA. Am J Physiol Heart Circ Physiol 2010;298:H92-101.
27）Kulms D, Schwarz T. NF-κB and cytokines. Vitam Horm 2006; 74:283-300.
28）Krappmann D, Scheidereit C. A pervasive role of ubiquitin conjugation in activation and termination of IkB kinase pathways. EMBO Rep 2004; 6:321-6.
29）Bates PW, Miyamoto S. Expanded nuclear roles for IkBζ. Sci STKE 2004; 254:48.
30）Gross S, Piwnica-Worms D. Real-time imaging of ligand-induced IKK activation in intact cells and in living mice. Nat Methods 2005; 2:607-14.
31）Anest V, Hanson JL, Cogswell PC, et al. A nucleosomal function for IkB kinase-α in NF-κB-dependent gene expression. Nature 2003; 423:659-3.
32）Kamiyama K, Matsuda N, Yamamoto S, et al. Modulation of glucocorticoid receptor expression, inflammation, and cell apoptosis in septic guinea pig lungs using methylprednisolone. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol 2008;295:L998-1006.
33）Matsuda N, Hattori Y, Takahashi Y, et al. Therapeutic effect of in vivo transfection of transcription factor decoy to NF-κB on septic lung in mice. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol 2004; 287: L1248-55.
34）Matsuda N, Hattori Y, Takahashi Y, et al. Nuclear Factor-kB decoy oligonucleotides prevent acute lung injury in mice with cecal ligation and puncture-induced sepsis. Mol Pharmacol 2005; 67:1018-25.
35）Matsuda N, Yamamoto S, Yokoo H, et al. Nuclear factor-kappaB decoy oligodeoxynucleotides ameliorate impaired glucose tolerance and insulin resistance in mice with cecal ligation and puncture-induced sepsis. Crit Care Med 2009 ;37:2791-9.
36）Karin M, Lin A. NF-κB at the crossroads of life and death. Nat Immunol 2002; 3:221-7.
37）Mutunga M, Fulton B, Bullock R, et al. Circulating endothelial cells in patients with septic shock. Am J Respir Crit Care Med 2001; 163:195-200.
38）Hotchkiss RS, Karl IE. Endothelial cell apoptosis in sepsis: a case of habeas corpus? Crit Care Med 2004; 32:901-2.
39）Hehlgans T, Pfeffer K. The intriguing biology of the tumour necrosis factor/tumour necrosis factor receptor superfamily: players, rules and the games. Immunology 2005; 115:1-20.
40）Matsuda N. Molecular strategy for alveolar protection in severe ARDS. J Anesth 2007; 21:118-9.
41）Matsuda N, Teramae H, Futatsugi M, et al. Up-regulation of histamine H4 receptors contributes to splenic apoptosis in septic mice: counteraction of the antiapoptotic action of nuclear factor-kappaB. J Pharmacol Exp Ther 2010;332:730-7.
42）Shaulian E, Karin M. AP-1 as a regulator of cell life and death. Nat Cell Biol 2002; 4:E131-6.
43）Reddy SP, Mossman BT. Role and regulation of activator protein-1 in toxicant-induced responses of the lung. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol 2002; 283:L1161-78.
44）Ozanne BW, Spence HJ, McGarry LC, et al. Transcription factors control invasion: AP-1 the first among equals. Oncogene 2007; 26:1-10.
45）Lin Z, Hamik A, Jain R, et al. Kruppel-like factor 2 inhibits protease activated receptor-1 expression and thrombin-mediated endothelial activation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2006; 26:1185-9.
46）Parmar KM, Nambudiri V, Dai G, et al. Statins exert endothelial atheroprotective effects via the KLF2 transcription factor. J Biol Chem 2005; 280:26714-9.
47) Sen-Banerjee S, Mir S, Lin Z, et al. Kruppel-like factor 2 as a novel mediator of statin effects in endothelial cells. Circulation 2005; 112:720-6.
48) Hamik A, Lin Z, Kumar A, et al. Kruppel-like factor 4 regulates endothelial inflammation. J Biol Chem 2007; 282:13769-79.
49）Matsuda N, Hattori Y, Zhang XH, et al. Contractions to histamine in pulmonary and mesenteric arteries from endotoxemic rabbits: modulation by vascular expressions of inducible nitric oxide synthase and histamine H1-receptors. J Pharmacol Exp Ther 2003; 307:175-81.
50）Kumar A, Lin Z, SenBanerjee S, et al. Tumor necrosis factor alpha-mediated reduction of KLF2 is due to inhibition of MEF2 by NF-κB and histone deacetylases. Mol Cell Biol 2005; 25:5893-903.

Remarks

This manuscript will give foreign researchers to develop a new drug for systemic inflammation including sepsis.
I am looking forward to the participation of foreign researchers into our laboratory in the near future.

救急・集中治療 肺動脈カテーテルの適正使用 PART 1

肺動脈カテーテルの適正使用

PART 1

 

名古屋大学大学院医学系研究科
救急・集中治療医学分野
松田直之


　はじめに　

　Harold James SwanとWilliam Ganzにより，スワン・ガンツカテーテルが肺動脈カテーテルとしてN Engl J Med1)に公表されたのは1970年です。Ganzら2)は，1971年には20名の健常成人を用いた臨床研究で，熱希釈法による心拍出量の測定が色素希釈法による測定と近似することを示し，熱希釈法を用いての肺動脈カテーテルによる心拍出量測定法を提案しました。こうして1972年には，肺動脈カテーテルが臨床使用され，さらに共同研究者だったForresterと共に肺動脈楔入圧を横軸，心係数を縦軸として心機能評価を行うForrester subset分類3-5)が提唱され，後に虚血性心疾患による心不全の治療概念としてForrester subset分類が定着しました。現在まで，肺動脈カテーテルは急性心筋梗塞の急性期管理をはじめ，心機能の低下した患者の循環管理に有益な情報を与えてくれています。本稿では，肺動脈カテーテルの挿入，原理，測定パラメータについての解説を加え，肺動脈カテーテルの有効利用と安全管理を解説します。肺動脈カテーテルは，留置した以上，最大に活用するように工夫しましょう。

１. 肺動脈カテーテルによるモニタリングの概要

　肺動脈カテーテル（図1）は，大静脈，右心房，右心室を介して，肺動脈に留置されるものです。挿入された肺動脈カテーテルは，先端孔ルーメン・ハブを肺動脈圧測定用トランスデューサと接続し，側孔ルーメン・ハブを中心静脈圧測定用トランスデューサと接続し，大気圧でゼロ校正をした後に，三尖弁孔の位置に相当する右第4肋間・胸郭中心線に圧トランスデューサ孔の高さを合わせることで，肺動脈圧や中心静脈圧を持続測定できます。一方，肺動脈カテーテルのオプティカル・モジュール・コネクター，サーマル・フィラメント・コネクター，サーミスター・コネクターをビジランスヘモダイナミックモニターⓡ（Edwards Lifesciences）（図2）に接続することで，心係数（CI: cardiac index），混合静脈酸素飽和度（Sv(ー)O2）などの循環パラメータをモニターできます。この肺動脈カテーテルにより測定できる項目は，主に表1の内容です。


２. 肺動脈カテーテルの留置

　肺動脈カテーテルの留置には，内頚静脈，鎖骨下静脈，外頚静脈，上腕静脈，大腿静脈などが選択できますが，手術中やICUなどでの管理における操作と固定性を考えると，一般的に内頚静脈が選択されます。肺動脈カテーテルの留置では，穿刺後にまず挿入するものはイントロデューサシースⓡ（イントロフレックス・イントロデューサ：Edwards Lifesciences）（図3）です。肺動脈カテーテルは，イントロデューサシースⓡの中に挿入していきます。


１）内頚静脈穿刺
　内頚静脈穿刺に際しては，胸鎖乳突筋の走行と鎖骨頭・胸骨頭への分岐部の視診が大切です（図4）。この分岐部の内頚静脈拍動と呼吸性変動を視診で観察し，内頚静脈拍動が認められない場合はさらに頭低位とします。内頚静脈は，第5～第6頚椎付近では総頚動脈と併走しています。胸鎖乳突筋鎖骨頭付近で前斜角筋の前方を走行します（図4）。頚部の解剖学的特徴としては，内頚静脈，総頚動脈，迷走神経は結合組織性の頚動脈鞘に収納されています。以上の解剖学的特徴を理解した上で，内頚静脈穿刺では胸鎖乳突筋の分岐部付近で呼吸性拍動の強く認められる点を刺入点とし，その刺入点より同側乳房の乳頭方向を刺入方向とすることで総頚動脈穿刺を避けることができます。また，気胸合併に注意するためには，穿刺針が肺尖部に到達しないように皮膚に対して穿刺針を60度以上にできるだけ立てて，ゆっくりと陰圧をかけながら穿刺することがコツとなります。以上は，メルクマール法とかブラインド法と呼ばれています。

 

作画：Naoyuki Matsuda MD, PhD

内頚静脈穿刺の手順とポイント

□ 体位の準備：円座で頭部固定し，頭を穿刺側と反対側へ向かせ，頭低位（10~20度のトレンデンブルグ位）とする。
□ 頚静脈拍動の観察：穿刺点の決定に役立てる。
□ エコー図の利用：カラーエコーにより，頚静脈と刺入点を確認するとよい。
□ maximum barrier precaution：手洗い・手指消毒，ガウン，マスク，清潔手袋，刺入部を含めた広範な消毒，広範な清潔覆布を必要とする。
□ イントロデューサシースと肺動脈カテーテルのプライミング：イントロデューサシースとダイレーターをセッティングし，ヘパリン加生理的食塩水などでカテーテル管腔の空気抜きを行い，肺動脈カテーテルに対して附属ビニールシートを装着する。
□ 試験穿刺：試験穿刺針23G針あるいは25G針をシリンジ装着し，胸鎖乳突筋分岐部より乳頭方向へ，穿刺針を十分に立てて，シリンジに陰圧をかけながらゆっくりと試験刺入し，血液逆流の生じた深さ・角度・方向を確認する。
□ 本穿刺：シリンジに陰圧をかけながらゆっくりと刺入し，血液逆流の生じた地点で針先の変位がないように，片方の手でしっかりと留置針を保持する。
□ カイドワイアー挿入：挿入に抵抗があるときは静脈内に穿刺針が留置されていない可能性が高い。ガイドワイヤーを進める際には力は不要である。
□ ダイレーターとイントロデューサ挿入：ガイドワイアー刺入部をカッティングし，ダイレーターとイントロデューサを同時に刺入し，挿入後にダイレーターとガイドワイアーを同時に抜去し，残っているのはイントロデューサのみとなる。
□ イントロデューサ内の血液逆流確認と空気抜き
□ 肺動脈カテーテル挿入：肺動脈カテーテルを心腔内へ進める際には，バルーン膨張用バルブよりバルーンを膨らませる。肺動脈カテーテルを引き戻す際には，脱気し，バルーンを収縮させる。

注意点
□ 血液逆流の確認：内頚静脈穿刺では，血液逆流は穿刺針を引き戻してくる際に確認できることも多い。本穿刺にプラスティック留置針を用いる際には，穿刺後に金属針を抜去し，プラスティック針のみを注射筒に接続し，ゆっくりと引きながら血液逆流を確認するとよい。
□ 総頚動脈の誤穿刺：止血の得られるまで，適切な圧で用手的に十分に圧迫止血する。

２）鎖骨下静脈穿刺
　鎖骨下静脈は，鎖骨と第一肋骨に挟まれた状態で走行しており，第一肋骨上の鎖骨下静脈溝に固定されています（図4）。この外側後方を鎖骨下動脈が走行し，同じく鎖骨下動脈溝に固定されています。鎖骨下静脈穿刺では気胸合併の可能性があることや鎖骨下動脈誤穿刺後の止血が難しいことにより，鎖骨下静脈は肺動脈カテーテル留置における第2選択以下となります。左鎖骨下静脈穿刺により乳糜胸や乳糜縦隔を合併する可能性もあります。また，穿刺部位については，鎖骨に近い近位側と，腋窩に近い遠位側が選択できますが，近位側での留置では鎖骨と第1肋骨などによりカテーテルが切断される可能性があり，これをPinch-off症候群と呼びます。一方，鎖骨遠位側での留置では鎖骨下筋を貫かないように，エコーなどで鎖骨下筋の同定が重要できると良いです。鎖骨下筋を貫いた場合，鎖骨を動かすことでカテーテルが牽引されたり，切断される危険に注意します。

鎖骨下静脈穿刺の手順とポイント

主なポイントは内頚静脈穿刺に準じる。鎖骨下静脈穿刺では，以下に注意する。
□ 体位の準備：背枕挿入，円座での頭部固定の後，頭を穿刺側へ向かせ，頭低位（10~20度のTrendelenburg体位）とする。患者の頭位は，内頚静脈穿刺と異なり，穿刺側へ向かせることで，鎖骨下静脈より内頚静脈へのガイドワーヤー迷入を減少できる可能性がある。
□ 穿刺点：鎖骨内側1/2~1/3あたりで尾側約1~2 cmとする。
□ 試験穿刺：23Gレベル以下のカテラン針で必ず試験穿刺を行う。穿刺針は，内頚静脈穿刺と異なり，針先は一度鎖骨に当て，可能な限り皮膚に沿って寝かせ，角度を付けないことで気胸合併を回避する。次に穿刺針を持たぬ手で，穿刺部の皮膚と胸壁を押し下げることで鎖骨下に穿刺針が進入しやすくなる。

 

３. 肺動脈カテーテルにおける圧波形観察

　肺動脈カテーテルを肺動脈に進める際には，カテーテル先端のバルーンを空気で膨らませて，血流に乗って進めます。バルーン膨張用バルブに接続した附属シリンジより最大1.5 mLの空気を注入します。肺動脈カテーテルを進める際には圧波形観察が大切であり，先端孔ルーメン・ハブ（図1）を肺動脈圧測定用血圧トランスデューサと接続することで，挿入過程で，順々に右心房圧波形，右心室圧波形，肺動脈圧波形，肺動脈楔入圧波形の4つの圧波系を観察します（図5）。


１）中心静脈圧および右心房圧と波形
　中心静脈圧（CVP: central venous pressure）や右心房圧の波形は3つの陽性波（A波，C波，V波）と，2つの陰性波（X谷，Y谷）で構成される。この中心静脈圧波形の特徴を，表1，図6と図7に示した。



　A波は右心房筋の収縮により生じ，心電図のP波に一致する。C波は三尖弁閉鎖により生じ，心電図のR波に一致する。V波は三尖弁閉鎖期に右心房への静脈潅流上昇によって高まり，三尖弁開放により低下し，T波に一致する。このような上昇波間に，図7のようなX谷とY谷が形成される。心房キックが低下した場合には，A波が消失傾向を示す。また，全身性炎症病態で輸液過剰などにより三尖弁閉鎖不全が進行するとX谷が軽微となり，C波とV波が突出し，Y谷が急峻化する傾向がある。このような静脈圧波形異常の特徴は，肺動脈カテーテル留置後にも心機能評価に利用できる（表2）。


２）右心室圧と波形
　右心室圧は，正常では収縮期圧30 mmHg，拡張期圧 5 mmHg以下のレベルに維持されています。等容収縮期，最大駆出期，減速駆出期，等容拡張期，急速流入期，緩徐充満期，前収縮期の7期で波形が構成されています。

３）肺動脈圧と波形
　肺動脈圧は，正常では収縮期圧30 mmHg以下，拡張期圧 15 mmHg以下のレベルに維持されています。肺動脈は弾性血管であり，肺動脈中膜には弾性線維があり，加齢により減少する傾向があります。この弾力により肺動脈圧波形は，右心拍出量に対する立ち上がりのpercussion waveとプラトーを形成するtidal waveの後に，心拡張期にdicrotic wave（重複波）が付く特徴があります（図8）。Percussion waveの立ち上がり角（dp/dt）は右室収縮性を示し，dicrotic waveは1回右室駆出量に対する肺血管抵抗を示します。肺動脈弁閉鎖後の肺動脈収縮により，dicrotic waveは形成されます。これは，PART２における肺動脈カテーテルの留置固定位置における安全管理として使用されるシグナルクオリティーインジケータ（SQI）の数値変化（適正：１あるいは２）においても，数値変動のある場合に注意して観察しています。肺動脈圧波形の変化をSQIとともに観察することは，肺動脈カテーテルの適正管理と考えています。



４）肺動脈楔入圧（◯せつにゅうあつ，◯けつにゅうあつ，Xきつにゅうあつ）と波形
　肺動脈末端で拡張バルーンが肺動脈を閉鎖させると，ふにゃふにゃした肺動脈楔入圧波形と肺動脈楔入圧（PAWP：pulmonary artery wedge pressure）が現れます。肺動脈楔入圧は，肺毛細血管抵抗がないと仮定すると，左心房圧に近似する値となります。正常の肺動脈楔入圧は，5~12 mmHg以下です。
　このような肺動脈カテーテル挿入後は，胸部単純X線像で肺動脈カテーテル先端の位置やカテーテルがループを作っていないことを確認する必要があります。肺動脈カテーテルはバルーン拡張により血流にのせて進めるため，通常は肺血流の多い下葉背側のゾーン3へ留置されます。ゾーン3へ留置の場合，胸部単純X線像での肺動脈カテーテル先端は左第2弓の左心房より下方に位置する。一方，肺上葉のゾーン1や肺中心部のゾーン2に肺動脈カテーテルが留置された場合，肺胞内圧の影響が強く出現しやすいため，PAWPの持続測定には不向きとなります。陽圧換気中のPAWPの絶対値評価では，このような肺胞内圧の影響を除くために，呼吸器を外した状態で評価しています。

4. 熱希釈法による心拍出量測定の原理

　心拍出量を間接的に測定する方法には，Fick法，色素希釈法，熱希釈法の3つの方法があります。
　Fick法の原理となるFickの原理は，1890年代にAdolph Fick6)により考案され，心拍出量は酸素消費量（吸気ガス酸素含量―呼気ガス酸素含量）を肺動静脈の酸素含有量の差で割ったものとして測定されます（図9）。1946年，KetyとSchmidt7)は，示標物質に一酸化窒素を用い，Fickの原理を用いてヒトの脳血流量の測定に初めて成功しました。その後，Ketyが1951年に，示標物質の肺および脳組織中の交換系を考案し，Fickの原理をKetyの式（dCt (t) /dt＝BF×[Ca (t) -Cv(t)]，Ct (t)：単位時間組織中物質濃度，BF：臓器血流量，Ca (t)：単位時間動脈血中物質濃度，Cv(t)：単位時間静脈側物質濃度）として，微分方程式の形で表現しました。このようにFickの原理は，示標物質が代謝による増減がなく測定系に保存されるならば，目的臓器への示標物質の摂取量と，目的臓器の入口濃度と出口濃度の差から，血流量を知ることができるという原理です（図9）。心拍出量を肺循環系で測定する場合，正常の酸素消費量は200~250 mL/分，酸素消費量係数は120~160 mL/分/mm2ですが，周術期や敗血症などの全身性炎症病態では酸素消費量が変動するため，肺機能を用いたFickの原理の応用では正確に心拍出量が求められない可能性に注意となります。
　一方，色素希釈法の原理は1897年にStewartによって報告され8)，さらにHamiltonによって1940年代に完成されました9)。この色素希釈法は，色素を体内循環させることにより得られる血漿色素濃度を分光光度計で測定することにより，Stewart-Hamiltonの式（心拍出量（L/分）＝色素注入量（mg）×60/ [色素平均濃度（mg/L）×色素希釈時間（秒）×色素校正係数]）を用いて，心拍出量を測定するものです。
　SwanとGanzは，この色素希釈法を応用してスワン・ガンツカテーテルに熱希釈法を導入し，現在の肺動脈カテーテルによる心拍出量測定の基盤を確立しました。私が心臓麻酔や集中治療を担当しはじめた1993年〜1994年の当時は，心拍出量測定は熱希釈法で測定しており（図10），血漿色素濃度の代わりにカテーテルから投与される注入液の温度変化を用いていました。現在は，臨床応用されている持続心拍出量測定肺動脈カテーテルは，サーマルフィラメントとサーミスター・コネクターにより，図10のような計算が，自動的に行われ，冷水などの投与が不要です。

　

5. 心前負荷・心後負荷および心拍出量のモニタリング

　オキシメトリCCO/CEDVサーモダイリューションカテーテルⓡ（Edwards Lifesciences）の開発により，サーマルフィラメントとサーミスター・コネクターによる熱希釈法で，連続心拍出量測定（CCO：continuous cardiac output mesurement）と右心室駆出率（RVEF：right ventricle ejection fraction）の連続測定が提供されるようになりました（表3）。また，ビジランスヘモダイナミックモニターⓡ（Edwards Lifesciences）に観血的動脈圧とCVPと心拍数を連動させることにより，1回拍出量（SV：stroke volume），右室拡張終期容量（RVEDV: right ventricular end-diastolic volume），肺血管抵抗（PVR: pulmonary artery resistance），体血管抵抗（SVR：systemic vascular resistance），右室一回仕事量（RVSW：right ventricle stroke work），左室一回仕事量（LVSW：right ventricle stroke work）をモニターできるようになりました。
　このようなモニタリングにおいて，右室前負荷はCVP，右室後負荷はPVR，左室前負荷はPAWP，左室後負荷はSVRであり，右心系と左心系を個別に輸液バランス，心拡張性，心収縮性，および血管抵抗を評価することができます。その結果として，右心機能と左心機能をRVSWとLVSWでモニターします。Forrester subset分類3-5)（図11）は左心機能を評価するものとして用いますが，右心機能に関してもCVP，PVR，RVSWを用いて評価します。

続編　参照：救急一直線　救急・集中治療　肺動脈カテーテルの適正使用　PART 2　松田直之

救急・集中治療 肺動脈カテーテルの適正使用 PART 2

救急・集中治療　肺動脈カテーテルの適正使用　

PART 2

名古屋大学大学院医学系研究科
救急・集中治療医学分野
松田直之

＜続 編＞

6. 混合静脈血酸素飽和度の意義

　肺動脈カテーテルが普及する過程で，1990年代より混合静脈血酸素飽和度（Sv(ー)O2：mixed venous oxygen saturation，正常値60~80%）を連続測定できるようになりました。Sv(ー)O2は，上大静脈，下大静脈，冠静脈洞から流入する最終静脈血の酸素飽和度であり，酸素運搬量と酸素消費量の全身の酸素化バランスを反映する指標です。現在，Sv(ー)O2は，肺動脈カテーテルの先端位に設置された光ファイバーを用いた2波長反射式分光光度法で，持続計測できます。
　従来Sv(ー)O2の算出には，表5のように，動脈血酸素飽和度（SaO2）と酸素摂取率（酸素運搬量（V(・)O2）/ 酸素消費量（D(・)O2））を必要としました。しかし，現在の肺動脈カテーテルにおけるSv(ー)O2の持続測定では，体内（in vivo）キャリブレーションとして，血液ガス分析器を用いた肺動脈血のヘモグロビン濃度あるいはヘマトクリット値と，実際に測定したSv(ー)O2値を入力することで，持続計測値ができます。
　このようにSv(ー)O2は持続計測できるようになりました。この急激な変化や異常には，注意が必要です（表5）。Sv(ー)O2が60%以下に低下している場合には，酸素運搬量が低いか，酸素消費量が高い可能性があります。一方，Sv(ー)O2が80%以上に高い場合には，①代謝抑制，②組織酸素利用障害（敗血症，多臓器不全，播種性血管内凝固症候群など11）），③高心拍出量，④動静脈シャントの可能性を念頭におきます。Sv(ー)O2は，酸素運搬量を規定する①心拍出量，②ヘモグロビン濃度，③SaO2，および酸素消費量により決定されるため，酸素消費量，ヘモグロビン濃度，SaO2が安定している状態では，心拍出量の急激な変化を鋭敏に反映してくれます。逆に言うと，特にヘモグロビン濃度の変化について，前提条件として確認することが大切です。このように，Sv(ー)O2は，その絶対値のみならず時系列での変動に注意します。



7. 肺動脈カテーテルの安全かつ適切な使用

　肺動脈カテーテルの留置には，いくつかの安全性に配慮してください。

1）肺動脈カテーテル先端位置の問題：SQIをモニタリングする重要性
　胸部単純X線像で，毎日必ず，肺動脈カテーテルの先端位置を確認します。この確認ポイントは，肺中心部のゾーン2なのか，下方向のゾーン3なのか，上方向のゾーン1なのか，そして深さです。坐位などで血流変化の起きやすいゾーン1への留意などでは，同じ位置に固定されていても，測定用の光ファイバーのシグナルクオリティインジケータ（SQI）が3あるいは4と高くなることに注意します。また，体位変換でも肺動脈血流が変化する可能性があり，SQIの変化に注意して下さい。SQIが2以下となるように注意し，肺動脈カテーテルをバルーンを膨らませない状態で引き戻して，再固定して下さい。肺動脈カテーテル先端が，末梢の肺血管床に移動することで，肺梗塞や肺動脈損傷の原因となることに注意してください。

【追記１：SQIについて】肺動脈カテーテル，あれほど長いカテーテルの先端でパルスオキシメータと同じようにヘモグロビン酸素飽和度を，肺動脈のSVO2として連続して測定できる仕組みを開発したのは，大変な開発と思います。シグナルクオリティーインジケータ（SQI）は，結局のところ，末梢循環不全の指先でパルスオキシメータのSpO2の値が出ないのと同様に，肺動脈カテーテル先端付近でSVO2を検出しにくくなっていることを，示してくれるものと理解しています。肺動脈におけるヘモグロビン酸素飽和度を測定しにくくなっていることを，１（最良）から４（要注意）の４段階で表示してくれます。SQIでは３と４は要注意です。特にSQI ４は，１）壁あたり（血流が流れにくくなくなっていること），２）カテーテル先端への血栓の付着，３）カテーテル先端が壊れたなどを考えます。このため，SQIが３か４のときは，１か２になるように少し引き戻した位置で管理することになります。もちろん肺動脈楔入圧を測定するときはバルーンを膨らました状態で少し深くするかもしれません。

【追記２：SQIの数値変動について】肺動脈楔入圧の測定できる位置で固定し，同じ位置にしているのに，SQIが2から3や4に変化するのは，１）肺動脈攣縮，２）微小血栓ができたり溶けたりしている可能性，３）ドライサイドの管理で肺動脈圧が低下してきた状態（フロセミドで水引をし始めた時），４）肺動脈カテーテル先端位置の適正，５）体位変換の影響を考えます。肺動脈カテーテル先端の留置位置の内径が細くなると壁あたりする可能性に注意します。また，血栓の原因となる可能性についても抗凝固をしていないときには考慮しますし，肺動脈カテーテルで血小板が減少する原因の一つとなります。黄色ブドウ球菌やMRCNSなどの血流感染があると，ここがまた病巣となり，血栓が巨大化することにも注意します。

2）バルーン拡張に対する注意
　肺動脈は弾性線維を中膜に持つものの，加齢や動脈硬化などの影響により弾性線維が減少し，膠原線維が増加することが知られています。このため，特に高齢者や肺高血圧のある場合には，肺動脈末梢で不注意にバルーンを膨らませると肺動脈損傷の可能性があります。通常，1.25 mL未満のバルーン拡張で肺動脈楔入が得られる場合，1.5 mLで肺動脈楔入が得られる位置まで，肺動脈カテーテルを引き戻しています。拡張バルーンは，最大1.5 mLまでに対応しています。また，バルーン拡張に際しては，液体注入は禁忌です。バルーン拡張は空気を用います。液体は回収できなくなる可能性があることに注意してください。また，バルーンを拡張させたままにしておくことで，肺梗塞の可能性が高まるので，PAWPの測定を行うときのみ，バルーンを拡張させます。

3）カテーテル感染症と血小板減少のリスク
　長期留置により，カンジダ属などの真菌感染症，ブドウ球菌属などを含めた血流感染症，そして血小板減少の発症が増加します。このため，肺動脈カテーテルは，PCPS離脱やIABP離脱までなどの急性期の心機能評価の一時的な使用に限定することが望ましいです。

おわりに

　SwanとGanzが考案した肺動脈カテーテルは，既に40年の歳月が経過しました。本稿は，主に研修医と後期研修医を対象として，この肺動脈カテーテルによる心機能モニタリングを解説したものです。集中治療室（ICU）などで勤務する看護師さんも，是非，お役立て下さい。このような肺動脈カテーテルは，適切な理解のもとで使用することにより，心機能に関する多くの情報を提供してくれます。ICUやCCU，また心臓血管麻酔などでの利用に役立てて下さい。

文 献

1. Swan HJ, Ganz W, Forrester J, et al. Catheterization of the heart in man with use of a flow-directed balloon-tipped catheter. N Engl J Med 1970;283:447-51.
2. Ganz W, Donoso R, Marcus HS, et al. A new technique for measurement of cardiac output by thermodilution in man. Am J Cardiol 1971;27:392-6.
3. Forrester JS, Diamond G, Chatterjee K, et al. Medical therapy of acute myocardial infarction by application of hemodynamic subsets (first of two parts). N Engl J Med 1976;295:1356-62.
4. Forrester JS, Diamond G, Chatterjee K, et al. Medical therapy of acute myocardial infarction by application of hemodynamic subsets (second of two parts). N Engl J Med 1976;295:1404-13.
5. Forrester JS, Diamond GA, Swan HJ. Correlative classification of clinical and hemodynamic function after acute myocardial infarction. Am J Cardiol 1977;39:137-45.
6. Adolph Fick (1829-1901), mathematician, physicist, physiologist. JAMA 1967;202:1100-1.
7. Kety SS, Schmidt CF. The effects of active and passive hyperventilation on cerebral oxygen consumption, cardiac output, and blood pressure of normal young men. J Clin Invest. 1946;25:107-19.
8. Stewart GN. Researches on the Circulation Time and on the Influences which affect it. J Physiol. 1897;22:159-83.
9. Hamilton WF, Riley RL Comparison of the Fick and dye injection methods of measuring the cardiac output in man. Am J Physiol 1948;153:309-21
10. Krafft P, Steltzer H, Hiesmayr M, et al. Mixed venous oxygen saturation in critically ill septic shock patients. The role of defined events. Chest 1993;103:900-6.

参照：救急一直線　救急・集中治療　肺動脈カテーテルの適正使用　PART 1　松田直之